Instytutowa Pracownia Mikroskopowa

Pełnomocnik Dyrekcji INB ds. Pracowni

dr hab. Bożena Pawlikowska-Pawlęga, prof. UMCS

Katedra Anatomii Funkcjonalnej i Cytobiologii

ul. Akademicka 19, 20-033 Lublin

pokój 133B, tel. 81 5375991

mail: bozena.pawlikowska-pawlega@poczta.umcs.lublin.pl

Pracownicy

mgr Jarosław Pawelec, pokój 125B, tel. 660 342 397

mgr Barbara Zarzyka, pokój 33B, tel. 81 5375041.

Historia Instytutowej Pracowni Mikroskopowej

Pracownia powstała w 2001 roku z inicjatywy Zakładu Anatomii Porównawczej i Antropologii jako jednostka wydziałowa podległa dziekanowi. W latach 2001-2012 kierownikiem Pracowni był prof. dr hab. Antoni Gawron. Od grudnia 2019 r., jako Pełnomocnik Dyrektora Instytutu Nauk Biologicznych, Instytutową Pracownią Mikroskopową kieruje dr hab. Bożena Pawlikowska-Pawlęga, której do końca września 2019 podlegała Pracownia Mikroskopii Elektronowej.  

Charakterystyka Instytutowej Pracowni Mikroskopowej

Pracownia uczestniczy w badaniach naukowych Wydziału BiB poprzez wykonywanie dla zakładów prac z zakresu transmisyjnej i skaningowej mikroskopii elektronowej. Ponadto pełni rolę dydaktyczną poprzez udział w zajęciach obejmujących zagadnienia technik mikroskopowych. Uzupełnieniem tej funkcji jest też coroczne uczestnictwo w skierowanych do młodzieży szkolnej akcjach popularyzatorskich i promujących Wydział, takich jak Lubelski Festiwal Nauki, Drzwi Otwarte Wydziału oraz w indywidualnych pokazach dla szkół.

Pracownia wyposażona jest w następujący sprzęt:

• Elektronowy mikroskop transmisyjny (TEM) Zeiss LEO912AB klasy 120kV
• Elektronowy mikroskop skaningowy (SEM) Tescan VEGA3 LMU
• Stanowisko mikroskopów zmotoryzowanych (z kamerą i oprogramowaniem): Olympus BX-61 i Olympus SZX-16

W ramach Instytutu Nauk Biologicznych funkcjonują również:

• Laserowy mikroskop konfokalny Zeiss Axiovert 200M z głowicą skanującą LSM 5 Pascal
• Laserowy skaningowy  mikroskop konfokalny LSM 780 Zeiss
• Zestaw Langmuira-Blodgetta wraz z mikroskopem kąta Brewstera i zestawem komputerowym
• Spektrometr FTIR  Vertex 70z mikroskopem Hyperion 3000
• Mikroskop optyczny fluorescencyjny Leica DM4000 B z kamerą Leica DFC 500 oraz zestawem do komputerowej analizy obrazu

Elektronowy mikroskop transmisyjny (TEM) Zeiss LEO 912AB klasy 120kV

[aktualnie nieczynny z przyczyn technicznych]

Lokalizacja: Pracownia Mikroskopii Elektronowej, pokój 0101A

Osoba odpowiedzialna: mgr Jarosław Pawelec, pokój 125B, tel. 660 342 397

Wyposażenie pomocnicze:

• System mikroanalizy EDX do mikroskopu elektronowego Bruker Quantax 200
• Oprogramowanie do kamery mikroskopu elektronowego (z pakietem do analizy obrazu) Soft Imaging Solutions I-TEM
• Ultramikrotom Leica EM UC 7 (oraz inne wyposażenie do przygotowania próbek TEM, m.in. łamarka do noży szklanych, nóż diamentowy) (lokalizacja: Katedra Biologii Komórki, pokój 33B, 71B)
• Preparatyka TEM:
• Utrwalanie chemiczne próbek
• Odwadnianie próbek
• Zatapianie w żywicach (rutynowo w żywicy akrylowej typu LR White, inne opcje dostępne na żądanie po uzgodnieniu)
• Trymowanie i krojenie skrawków ultracienkich na siatki do TEM
• Wykonywanie preparatów TEM w technice kontrastu negatywowego na siatkach z filmem formvarowym/formvarowo-węglowym

Elektronowy mikroskop skaningowy (SEM) Tescan VEGA3 LMU wyposażony w tryb zmiennej próżni z opcjonalnym stolikiem mrożeniowym Peltiera (do -50⁰ C) do prac z nie odwadnianymi próbkami organicznymi.

Lokalizacja: Katedra Zoologii i Ochrony Przyrody, pokój 152B

Osoba odpowiedzialna: mgr Jarosław Pawelec, pokój 125B, tel. 660 342 397

Parametry:

• detektory: SE, BSE, LVSTD (typ SE do pracy w niskiej próżni)
• rozdzielczość: do 3nm (przy napięciu  przyspieszającym 30kV z detektorem SE w trybie wysokiej próżni)
• tryby obrazowania: Resolution (maksymalna rozdzielczość), Depth (podwyższona głębia ostrości), Wide Field (szerokie pole widzenia przy powiększeniach <100x)
• Wyposażenie pomocnicze:
• napylarka próżniowa Quorum Technologies Emitech K550X typu sputter coater z targetem Au
• suszarka w punkcie krytycznym (CPD) Quorum Technologies Emitech K850

Preparatyka SEM:

• Utrwalanie chemiczne (różne techniki/protokoły w zależności od potrzeb)
• Odwadnianie preparatów (w zależności od potrzeb)
• Suszenie preparatów z zastosowaniem różnych metod, w tym suszenie w punkcie krytycznym (CPD) w CO₂
• Napylanie preparatów organicznych warstwą przewodzącą złota (Au) w napylarce próżniowej

Badania mikroskopowe SEM:

• Obrazowanie struktury powierzchniowej preparatów o różnej postaci w trybie wysokiej próżni (standardowo)
• Obrazowanie nie utrwalonych i nie odwadnianych  preparatów organicznych metodą  mrożeniową (do -50⁰ C) w warunkach zmiennej próżni (z zastosowaniem mrożeniowego stolika Peltiera)
• Standardowy rozmiar próbek ok. 12.5mm (stoliki próbek średnicy 0.5”), dostępna opcjaobserwacji próbek o dużych gabarytach (kilkadziesiąt mm)

Stanowisko mikroskopów zmotoryzowanych

Lokalizacja: Instytutowa Pracownia Mikroskopowa, pokój 152B

Osoba odpowiedzialna: mgr Jarosław Pawelec, pokój 125B, tel. 660 342 397

Mikroskop biologiczny Olympus BX-61 (z kamerą i oprogramowaniem)

Parametry: [ASC3] 

• okulary: 10x
• obiektywy: 4x, 10x, 20x, 40x, 60x, 100x/oil (immersyjny)
• układ do kontrastu interferencyjno-różnicowego (DIC /Nomarskiego)
• filtr polaryzacyjny w kondensorze
• zmotoryzowany: stolik próbek, rewolwer obiektywów, kondensor
• kamera Olympus DP72 z oprogramowaniem

Badania mikroskopowe:

• badania mikroskopowe  w świetle przechodzącym w zakresie widzialnym
• (VIS) w jasnym polu, w tym z zastosowaniem różnicowego kontrastu
• interferencyjnego (DIC/Nomarskiego) oraz w świetle spolaryzowanym
• badania na poziomie histologicznym i komórkowym preparatów zwierzęcych i roślinnych
• badania preparatów mikrobiologicznych

Mikroskop stereoskopowy Olympus SZX-16 (z kamerą i oprogramowaniem)

Parametry:[ASC4] 

• okulary 10x
• moduł zoom 16.4x (0.7-11.5x)
• obiektywy: 0.3x (dystans roboczy 141mm), 1.6x (dystans roboczy 30mm)
• zakres powiększeń (dla konfiguracji j.w.): 2.1-184x
• oświetlacz halogenowy pierścieniowy (ze światłowodem)
• podstawa SZX2-ILLT z opcją pracy w świetle przechodzącym
• zmotoryzowana kolumna z ogniskowaniem
• kamera Olympus DP72 z oprogramowaniem
• funkcja Z-stack (obrazowanie z dużą głębią ostrości przy pomocy serii
• ekspozycji składanych programowo)

Badania mikroskopowe:

• badania struktur powierzchniowych/zewnętrznych owadów oraz ich wypreparowanych struktur anatomicznych
• zdjęcia totalne owadów i ich stadiów rozwojowych
• zdjęcia dokumentacyjne dotyczące wybranych aspektów biologii i behawioru wybranych grup owadów
• badania materiałów roślinnych i grzybowych: nasiona, zarodniki, struktury kwiatów, pędów
• zdjęcia totalne grzybów (np. pasożytów roślin), narządów roślinnych

Laserowy mikroskop konfokalny Zeiss Axiovert 200M z głowicą skanującą LSM 5 Pascal

Lokalizacja: Katedra Anatomii Funkcjonalnej i Cytobiologii, pokój 126B

Osoba odpowiedzialna: mgr Jerzy Wydrych, pokój 126B, tel. 81 537 59 98

Parametry i techniki obrazowania: [ASC5] 

• głowica skanująca LSM 5 Pascal
• moduły lasera: 405, 458, 488, 514 i 543 nm (obrazowanie w trybie fluorescencji laserowej jedno- i wielokanałowej oraz jedno- i wielopłaszczyznowej i kontrastu polaryzacyjnego)
• lampa UV HBO 50 (obrazowanie w trybie fluorescencji klasycznej UV)
• halogen HAL 100W (obrazowanie w trybie światła przechodzącego)
• kamera HDR AxioCam HR3 (rejestrowanie obrazów w trybie fluorescencji UV i światła przechodzącego)
• komora PECON Incubator S (obserwacje przyżyciowe)
• obiektywy: 5x, 10x, 20x, 40x, 63x Oil, 100x Oil (maks. powiększenie optyczne 1000x)
• przesłony do kontrastu fazowego i kontrastu Nomarskiego
• oprogramowanie sterujące i rejestrujące: AIM 4.2, ZEN 2007, AxioVision 4.8

Usługi realizowane przy użyciu urządzenia: badania biologiczne, biofizyczne, biomateriałowe i materiałowe:

• nieinwazyjne obrazowanie struktur preparatów biologicznych utrwalonych i świeżych, obrazowanie biofilmów, obrazowanie hodowli komórkowych, w tym obserwacje na żywo,
• obrazowanie struktury mikrokapsułek i innych substancji tworzących błony,
• obrazowanie struktury substancji krystalizujących.
• wykonywanie pomiarów morfometrycznych, geometrycznych i densytometrycznych,
• pomiary intensywności fluorescencji,
• ocena krawędzi struktur, skeletonizacja,
• pomiar zmian wewnątrzkomórkowego stężenia jonów,
• obserwacje lokalizacji i kolokalizacji poszczególnych składników komórek technikami FRET, FRAP, FLIP,
• tworzenie obrazów trójwymiarowych obserwowanych obiektów

Laserowy skaningowy  mikroskop konfokalny LSM 780 Zeiss

Lokalizacja: Katedra Biologii Molekularnej, pokój 0106A

Osoba odpowiedzialna: prof. Marek Tchórzewski, pokój 11A, tel. 81 5375956

dr Kamil Deryło, pokój 2A, tel. 81 5375922

Środowiskowe Laboratorium Przyżyciowego Obrazowania Komórek wyposażone jest w system do laserowej skaningowej mikroskopii konfokalnej LSM780 Zeiss, zbudowany na bazie mikroskopu Axio-Observer Z.1 posiadający dwa detektory PMT, oraz 32 kanałowy detektor spektralny GaAsP. Układ laserów klasy 3B o długościach fal 405, 458, 488, 514, 543, 633 nm. Mikroskop jest wyposażony zarówno w obiektywy suche: EC Plan-Neofluar 10x/0.3 M27, Plan-Apochromat 20x/0.8 M27, LD Plan-Neofluar 40x/0.6 Korr M27 jak i immersyjne: Plan-Apochromat 40x/1.4 Oil DIC M27, LCI Plan-Neofluar 63x/1.3 Imm Korr DIC M27, Plan-Apochromat 63x/1.4 Oil DIC M27. Posiada także komorę termostatowaną z pleksiglasu (kontrolowane warunki – temperatura, wilgotność i CO2) zapewniającą liniom komórkowym odpowiednie środowiska do rozwoju. Sterowanie jest prowadzone za pomocą oprogramowania Zen2010. LSM780 jest zsynchronizowany z systemem firmy PicoQuant do czasowo rozdzielczej spektroskopii fluorescencyjnej składającym się z modułu TCSPC (Time Correlated Single Photon Counting) – PicoHarp 300, dwukanałowego detektora SPAD (Single Photon Avalanche Diodes) oraz pikosekundowych diodowych laserów pulsacyjnych o długościach fal 440 i 485 nm. Akwizycja i analiza danych przeprowadzana jest z wykorzystaniem oprogramowania SymphoTime (PicoQuant). W skład tego laboratorium wchodzi również mikroskop Axio Observer.D1 wyposażony w kamerę cyfrową AxioCam MRm Rev. 3Fire Wire oraz system laserów 458, 488, 514 nm, sprofilowany do obserwacji TIRF. Sterowanie jest prowadzone poprzez oprogramowanie AxioVision Rel. 4.8.2.

Laboratorium umożliwia precyzyjne obrazowanie budowy żywej komórki i śledzenie wewnątrz-komórkowych procesów biologicznych w formacie trójwymiarowym implementując dodatkowo element czasu (obrazowanie 4D). System umożliwia subkomórkowej lokalizacji białek oraz innym molekuł w układzie statycznym jak dynamicznym. Ten zestaw badawczy jest szczególnie dedykowany do analiz wzajemnych oddziaływań, takich jak: białko-białko, białko-ligand, białko-kwasy nukleinowe, we wnętrzu żywej komórce jak i na jej powierzchni, oraz w układzie in vitro. Implementowane metody w systemie to: obrazowanie z wykorzystaniem intensywności czy czasów życia fluorescencji FLIM (Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy), analiza spektralna z wykorzystaniem ultra-czułego detektora GaAsP; FRAP (Fluorescence Recovery After Photobleaching), FLIP (Fluorescence Loss In Pchotobleaching), FRET (Förster Resonance Energy Transfer), RICS (Raster scanning Image Correlation Spectroscopy) czy FCS (Fluorescence Correlation Spectroscopy); anizotropia; TIRF/FRET (Total Internal Reflection Fluorescency/Förster Resonance Energy Transfer)

Zestaw Langmuira-Blodgetta wraz z mikroskopem kąta Brewstera i zestawem komputerowym

Lokalizacja: Katedra Biologii Komórki, Laboratorium Biospektroskopii,  pokój 0118B

Osoba odpowiedzialna: prof. Mariusz Gagoś, pokój 43B, tel. 81 5375904

Mikroskopia kąta Brewstera jest jedną z podstawowych bezinwazyjnych technik stosowanych w badaniu monowarstw utworzonych na powierzchni subfazy wodnej przez nierozpuszczalne w wodzie substancje amfifilowe. Technika ta opiera się na zmianie współczynnika załamania światła na granicy faz woda (roztwór wodny)/powietrze w wyniku utworzenia na niej monowarstwy Langmuira. 

Mikroskopia kąta Brewstera (BAM)  umożliwia:

• badanie właściwości dynamicznych oraz strukturalnych membran lipidowych indukowanych zmianami temperatury
• badanie organizacji molekularnej związków bioaktywnych w modelowych membranach lipidowych
• określanie organizacji molekularnej oraz oddziaływania między biocząsteczkami takimi jak lipidy, białka, leki, DNA w obszarze monowarstwy.

Wyposażenie: waga  Langmuira:  KSV  (Helsinki,  Finlandia)  model  2000,  dwubarierkowa  [ASC6] o  całkowitej powierzchni  700 cm².  Jako  sensor  ciśnienia  powierzchniowego  zastosowano  płytkę Wilhelmy'ego wykonaną z platyny.  Mikroskop  kąta  Brewstera:  ultraBAM,  Accurion  (Getynga,  Niemcy).  W  urządzeniu zastosowano  laser  o  mocy  50  mW  emitujący  światło  o polaryzacji  równoległej  (p)  i długości fali 658 nm, analizator i kamerę CCD. Zastosowany moduł umożliwia detekcję obrazu o rozdzielczości 2 µm oraz uzyskanie 10-krotnego powiększenia. Promieniowanie padające na granicę faz woda/powietrze było emitowane przez mikroskop pod kątem Brewstera wynoszącym 53,2°.

Ultrabam jest mikroskopią kąta Brewstera zaprojektowaną dla interfejsu powietrze/ ciecz. Pozwala to na bezpośrednią wizualizację monowarstw Langmuir’a lub adsorbowanych warstw. Współpracuje również z podłożami dielektrycznymi jak szkło, kwarc lub podobnymi materiałami.Nanofilm_ultrabam łączy wysoką rozdzilczość z ostrością obrazów w czasie rzeczywistym. Zaawansowana optyka pozwala otrzymać w pełni ostre obrazy na poziomie 20-35 klatek na sekundę. Wysokie możliwości aparatu i specyficzny algorytm kalibracji pozwala na pomiary ilościowe odbicia. Kinetyka adsorpcji i zmiana grubości może być monitorowana. Aparat zawiera zmotoryzowany analizator do wizualizacji optycznej anizotropii spowodowanej molekularną orientacją dalekiego zasięgu w monowarstwach. Potężne oprogramowanie sprawia, że pomiar jest łatwy i wygodny. Jako pełne rozwiązanie, system zawiera komputer, elektronikę i całe potrzebne oprogramowanie niezbędne do rozpoczęcia pomiaru. Nanofilm_ultrabam jest zaprojektowany jako mikroskop kąta Brewstera który nie może być rozbudowany do elipsometru.

W celu obserwacji morfologiczno-topologicznej monowarstw z powodzeniem stosujemy technikę mikroskopii kąta Brewstera (BAM). Umożliwia ona uzyskanie informacji dotyczących stanu monowarstwy, agregacji i formowania się domen, mechanizmu kolapsu, obserwację separacji faz i struktur trójwymiarowych oraz detekcję przejść fazowych. Przed przeprowadzeniem badania, na dnie wanny Langmuira kładziono czarną szklaną płytkę, która zapobiegała rozproszeniu promieniowania przez dno wanny wykonane z teflonu. Po naniesieniu badanej monowarstwy na powierzchnię czystej subfazy dokonywano kalibracji mikroskopu, która polegała na ustawieniu kąta Brewstera oraz ostrości i kontrastu uzyskanego obrazu.

Spektrometr FTIR Vertex 70 z mikroskopem podczerwieni Hyperion 3000

Lokalizacja: Katedra Biologii Komórki, Laboratorium Biospektroskopii,  pokój 0118B

Osoba odpowiedzialna: prof. Mariusz Gagoś, pokój 43B, tel. 81 5375904

Badania prowadzone w oparciu o pomiary spektroskopowe i mikro-spektroskopowe FT-IR:

• określanie jakości odczynników
• charakterystyka nieznanych lub nowo otrzymanych związków,
• badania warstw i składników powierzchni,
• monitorowanie reakcji chemicznych i biologicznych w czasie
• identyfikacja substratów, analiza czystości otrzymanych leków,
• określanie budowy i oznaczanie ilościowe produktów reakcji,
• oznaczanie zanieczyszczeń w produktach,
• identyfikacja i klasyfikacja bakterii
• badanie materiałów biologicznych, w tym: błon komórkowych, kompleksów białek oraz ich struktury drugorzędowej, obrazowanie pojedynczych wirusów

Podstawowe parametry i możliwości pomiarowe spektrometru VERTEX 70:[ASC7] 

1. Dwa detektory z automatycznym wybieraniem i przełączaniem:

• detektor DLaTGS, zakres spektralny co najmniej 12000 - 370 cm^-1;
• wysokoczuły detektor typu MCT chłodzony ciekłym azotem, zakres spektralny co najmniej 12000 - 450 cm^-1.

2. Interferometr Michelsona 60°:

• gwarantowana rozdzielczość spektralna: ≤ 0,4 cm^-1 z opcją do 0,2 cm^-1;
• dokładność wyznaczenia liczby falowej: co najmniej 0,005 cm^-1 przy 2000 cm^-1.

3. Mikroskop współpracujący ze spektrometrem FT-IR:

Tryby pomiarowe: pomiary refleksyjne, transmisyjne oraz jednoczesny pomiar i obserwacja w trybie widzialnym, ATR;

Obiektywy: IR 15x do pomiarów refleksyjnych i transmisyjnych, IR 36x do pomiarów refleksyjnych i transmisyjnych, ATR 20x (obiektyw ATR bezszczelinowy, z 5 stopniowym poziomem docisku od 0,8 do 8 N oraz elektroniczną i wizualną kontrolą właściwej pozycji kryształu).

Detektory:

• wysokoczuły detektor typu MCT chłodzony ciekłym azotem, wymiary detektora: co najmniej 0,25 x 0,25 mm;
• matryca FPA, zakres spektralny min 4500 – 900 cm^-1, wymiary: min. 64 x 64 (4096) pixele.

Termostatowany stolik do pomiarów z mikroskopem:

• zakres termostatowania: od -196 do 600°C (chłodzony ciekłym azotem);
• maksymalna wielkość próbki: 22 mm średnicy i 1,5 mm grubości;
• zakres pozycjonowania: co  najmniej 16 x 16 mm.

Wyposażenie dodatkowe spektrometru VERTEX 70:

1. Wielofunkcyjna przystawka:

• Tryby pomiaru: ATR, zewnętrzne odbicie, rozproszone odbicie;
• Zmienny kąt natarcia  w zakresie co najmniej 5 - 85;
• Zestaw ATR z hemisferycznym kryształem ZnSe;
• Zestaw ATR z hemisferycznym kryształem Ge;
• Cela do pomiaru próbek ciekłych;
• Termostatowana cela przepływowa do pomiaru próbek ciekłych, zakres termostatowania co najmniej 150°C;
• Sterownik do sterowania temperaturą dostarczanych przystawek ATR, zakres temperatury co najmniej 150°C;
• Polaryzator;
• Oprogramowanie do modelowania parametrów i cyfrowej symulacji widm.

2. Precyzyjny polaryzator:

•  Manualnie regulowany z rozdzielczością 1°;
•  Zakres spektralny pracy: od 5000 do 285 cm^-1;
•  Średnica przepuszczania: co najmniej 22 mm.

3. Przepływowa cela pomiarowa:

• Pełne okienka bez otworów do wprowadzania próbki, wykonane z ZnSe;
• Zakres ustawiania grubości warstwy – jedna przekładka, co najmniej 6 - 950 µm;
• Zakres temperaturowy pracy od -80 do 200°C;
• Możliwość termostatowania sterownikiem elektrycznym, w zakresie do co najmniej 200°C;
•  Gniazda wprowadzania próbki - typu Luer.

4. Wielokątowa horyzontalna przystawka ATR:

• Tryby pomiaru – ATR;
• Zmienny kąt natarcia, w zakresie co najmniej 20 - 70° z regulacją co 1°;
• Głębokość penetracji próbki od 0,5 do 10 µm;
• Ilość odbić od 3 do 12;
• Kryształy 45° ZnSe i kryształy 45°Ge w modułach do pomiarów odbicia wewnętrznego i zewnętrznego;
• Moduł termostatowanej celi przepływowej ze sterownikiem pracującym w zakresie co najmniej do 120°C.

5. Wieloodbiciowa przystawka ATR

• Tryby pomiaru – ATR;
• Ilość odbić co najmniej 10;
• Kryształ 45° ZnSe w module do pomiarów odbicia zewnętrznego;
• Termostatowany kryształ 45° ZnSe w module do pomiaru odbicia wewnętrznego;
• Możliwość pomiaru próbek ciekłych, stałych, proszków, w lotnych rozpuszczalnikach oraz próbek znacznych rozmiarów nie mieszczących się w komorze pomiarowej.

Mikroskop badawczy kontrastowo-fazowy i fluorescencyjny Leica DM 4000B, z modułem pozyskiwania, pomiarów interaktywnych i analizy obrazu LAS V3.1

Lokalizacja: Katedra Biologii Komórki, pokój 31B

Osoba odpowiedzialna: prof. Mariusz Gagoś, pokój 43B, tel. 81 5375904

Badania prowadzone z wykorzystaniem mikroskopu kontrastowo-fazowego i fluorescencyjnego Leica DM 4000B:

• badanie wpływu leków na komórki prawidłowe i nowotworowe
• badanie zróżnicowania i zmian lokalizacji polisacharydów w ścianach komórek roślinnych
• analiza budowy cytoszkieletu
• analiza budowy jądra komórkowego i lokalizacji kwasów nukleinowych w komórce

Podstawowe parametry mikroskopu badawczego kontrastowo-fazowego i [ASC8] fluorescencyjnego Leica DM 4000B

1. Układ optyczny

Obiektywy (klasy Semiplanapochromat Fluotar):

• PL FL 5x/0.15, odległość robocza 12.0 mm
• PL FL 10x/0.30 PH1, odległość robocza 11.00 mm
• PL FL20x/0.50, korekcja na szkiełko 0.17, PH2, odległość robocza 1.15 mm
• PL FL40x/0.75, korekcja na szkiełko 0.17, PH2, odległość robocza 0.40 mm
• PL FL 63x/0.70, zakres korekcji na szkiełko 0.1-1.3, PH2, odległość robocza 2.6-1.8 mm
• PL FL 100x/1.30, korekcja na szkiełko 0.17, OIL PH3, odległość robocza 0.13 mm 

• Kondensor: do jasnego, ciemnego pola i kontrastu fazowego
• Okulary: 2 szt klasy HC PLAN 10x/25  z możliwością montażu mikrometrów okularowych
• Nasadka okularowa trinokularowa z portem do podłączenia kamery, podział światła 100/50/0%
• Regulacja ostrości: współosiowe śruby mikro/makro, obustronne

1. Statyw

• Zasilanie i komunikacja: wbudowany w statyw zasilacz, wbudowany z przodu statywu wyświetlacz informacyjny LCD, 6 programowalnych przycisków funkcyjnych
• Miska rewolwerowa 6-pozycyjna, kodowana
• Stolik mechaniczny pokryty odporną powłoką ceramiczną, z możliwością obrotu 110°

2. Oświetlenie:

Źródło światła - lampa halogenowa o mocy 100W

Sterowanie - z funkcją automatycznej korekcji ustawień oświetlenia po zmianie powiększenia przez użytkownika, z możliwością ręcznej korekcji oświetlenia i automatycznego zapamiętania dokonanej zmiany; ze zmotoryzowaną przysłoną polową sferyczną i prostokątną (do pracy z kamerą), funkcją automatycznej korekcji ustawień przysłony polowej po zmianie powiększenia przez użytkownika, z możliwością ręcznej korekcji przysłony i  automatycznego zapamiętania dokonanej zmiany; ze zmotoryzowaną przysłoną aperturową, funkcją automatycznej korekcji ustawień przysłony aperturowej po zmianie powiększenia przez użytkownika, z możliwością ręcznej korekcji przysłony i  automatycznego zapamiętania dokonanej zmiany

3. Fluorescencja:

Moduł oświetlenia: zewnętrzne źródło światła oparte na lampie metalohalogenkowej min. 150W, z 5-pozycyjnym, zmotoryzowanym zmieniaczem filtrów Leica EL6000

Filtry fluorescencyjne, szerokopasmowe klasy A, D, I3, N2.1

4. Sterowanie pomiarem, zbieranie, analiza i prezentacja danych

Kamera cyfrowa: kamera chłodzona aktywnie elementem Peltiera, obudowa aluminiowa z wiatrakiem; maksymalna rozdzielczość 12 Megapixela (4080 x 3072), matryca CCD min. 2/3 cala, wielkość piksela min. 6.45 x 6.45 µm, obszar aktywny min. 8.8 x 6.6 mm, czas ekspozycji min. od 0,25 ms. do 600 s., stosunek S/N 2000:1 (66 dB), przetwornik AD 14-bitowy, głębia koloru 42 bity; złącze typu C-mount 0,70 x, interfejs FireWire do połączenia z komputerem Leica DFC500

Komputer zewnętrzny klasy PC z systemem operacyjnym Windows; procesor czterordzeniowy taktowany zegarem co najmniej 2GHz, 4GB RAM, HDD 500GB, DVD R/RW DL, karta grafiki kompatybilna z programem sterującym kamery co najmniej 512MB taktowanie procesora co najmniej 600MHz, złącze PCI-Express 16x, USB 6x, zasilacz minimum 600W wydajność minimum 80%, Fire Wire, Ethernet 1Gbps, Windows XP Pro lub Windows 7 Pro

Oprogramowanie sterujące: program do zbierania danych z kamery z modułami internktywnych pomiarów, rozbudowanych adnotacji i analizy obrazu z automatyczną identyfiakcją obiektów, charakteryzowanych barwą lub wymiarami – LAS V3.1